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Efectos de los ácidos húmicos en la viscosidad y permeabilidad intestinal y producción de amoniaco en un modelo de restricción alimenticia de 24 h. que induce permeabilidad en pollos de engorda

  • Junio 01, 2021
  • 1,129
Autor: Jesús Adonai Maguey González
Colaboradores: Bruno Solís Cruz, Daniel Hernández Patlan, Rubén Merino Guzmán, Xochitl Hernández Velasco, Sergio Gómez Rosales, Guillermo Téllez Isaías


a Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán, Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM) 54714, México, b Centro Nacional de Investigación Disciplinaria en Fisiología y Mejoramiento Animal, INIFAP, Ajuchitlán, Querétaro, México, cDepartment of Poultry Science, University of Arkansas Fayetteville, AR72701, USA, dDepartamento de Medicina y Zootecnia de Aves, Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, UNAM 04510, México.

Jesús A. Maguey-Gonzáleza,b, Bruno Solís-Cruza, Daniel Hernández-Patlana, Rubén Merino-Guzmánd, Xochitl Hernández-Velascod Sergio Gómez-Rosalesb, Guillermo Téllez-Isaíasc


Resumen


Los ácidos húmicos (AH) son producidos por biodegradación de materia orgánica que involucra procesos físicos, químicos y microbiológicos, por lo tanto, los AH son una mezcla compleja de diferentes ácidos que contienen grupos carboxilos y fenoles. El propósito de este estudio fue evaluar los efectos de los AH sobre la viscosidad y permeabilidad intestinal, y la producción de amoniaco en un modelo de 24 h de restricción alimenticia que induce permeabilidad intestinal en pollos de engorda. Pollos de engorda machos de un día de vida Cobb-Vantress fueron asignados de manera aleatoria a uno de los dos grupos (n=25 pollos), con o sin 0.2% de HA aislados de lombricomposta, y fueron alojados en baterías de crianza con ambiente controlado de acuerdo a su edad. Los pollos tuvieron libre acceso a agua y alimento por 14 días. La permeabilidad intestinal fue inducida tras 24 h de restricción alimenticia (RA) en el día 14 de vida. A los 15 días de edad, a los pollos de ambos grupos se les dio la dosis correspondiente de dextrano de isotiocianato de fluoresceína (FITC-d) por vía oral. Se colectaron muestras de intestino e hígado para evaluar la viscosidad y la translocación de bacterias (TB) respectivamente. Se observó un incremento significativo (P<0.05) en la viscosidad en el grupo que consumió 0.2% de AH al comparar con el grupo control (sin tratamiento). Además se confirmó la viscosidad intestinal en un sistema digestivo in vitro. El grupo tratado, también mostró reducción significativa en FITC-d, en TB en hígado y amoniaco en el estiércol, comparado con el grupo control no tratado. Estos resultados sugieren que los AH tienen un impacto positivo en la integridad intestinal de pollos de engorda.


Palabras Clave:
Ácidos húmicos, Pollos de engorda, Viscosidad Intestinal, Permeabilidad intestinal, Amoniaco.


Introducción


Los ácidos húmicos (AH) son los componentes principales de las substancias húmicas en los constituyentes orgánicos del suelo, la composta, carbón incluso son el componente orgánico de arroyos, lagos y océanos (Lehmann and Kleber, 2015). Los AH se producen por la biodegradación de materia orgánica, que involucra procesos físicos, químicos y microbiológicos, por lo tanto, los AH son una mezcla compleja de diferentes ácidos que contienen grupos carboxilos y fenolatos (Pandey et al., 2000). La relevancia de los AH es debido a que constituyen alrededor del 80% de carbón sobre la tierra y el 60% del carbón disuelto en el medio acuático. Debido a su solubilidad, los AH se pueden dividir en ácidos fúlvicos, y húmicos y se han usado por cientos de años como suplementos en suelos agrícolas, y más recientemente, en las industrias ambientales y biomédicas debido a sus propiedades antivirales, antioxidantes, inmunoestimulantes y antiinflamatorias (Peña-Méndez et al., 2005; Aeschbacher et al., 2012). Además, los AH son agentes quelantes potentes y pueden usarse para eliminar metales pesados ??como hierro, cobre, mercurio, níquel y cadmio, presentes en desechos y aguas contaminadas (Vaughan and MacDonald, 1976). En la avicultura, diversos estudios indican que los AH tienen la habilidad de absorber micotoxinas y mejoran su productividad (Ji et al., 2006); van Rensburg et al., 2006; Gomez-Rosales and Angeles, 2015; Arafat et al,. 2017). Además, diversos estudios han mostrado que los AH reducen las emisiones de amoniaco del ambiente (Henderson, 2005; Ji et al., 2006; Zralý et al., 2008). Por otro lado, se ha reportado que los AH estabilizan la microbiota intestinal y mejoran la digestibilidad en animales (Islam  et al., 2005; Maysa and El-Sheikh, 2008; Aksu et al., 2009). Además, la administración de AH en la dieta han mostrado tener un fuerte efecto anti estrés en granjas de alta densidad, minimizando el efecto perjudicial del estrés crónico en gallinas de postura en producción (Cetin et al., 2011). Recientemente nuestro laboratorio ha desarrollado diversos modelos para inducir la inflamación intestinal en aves. Estos modelos incluyen dietas altas en polisacáridos no amiláceos (Tellez et al., 2014, 2015); dexametasona (Vicuña et al., 2015a); sulfato de sodio dextrano (DSS) (Kuttappan et al., 2015a; Menconi et al 2015); y 24 h de restricción alimenticia (RA) (Kuttappan et al., 2015b; Vicuña et al., 2015b). En modelos anteriores, la disrupción causada por la inflamación de las uniones estrechas del epitelio, incrementan la translocación de bacterias y la filtración de FITC-d a la circulación sanguínea. FITC-d es una molécula grande (3-5 kDa), el cual, bajo condiciones normales no es capaz de cruzar la barrera epitelial (Yan et al., 2009). Sin embargo, durante la inflamación intestinal las uniones estrechas se interrumpen permitiendo que las moléculas de FITC-d  entren a la circulación, lo que hace que FITC-d sea un biomarcador viable para medir la función de la barrera intestinal (Baxter et al., 2017). El propósito del presente estudio fue evaluar los efectos de los AH sobre la viscosidad y permeabilidad intestinal y sobre la excreción de amonio con el modelo de 24 h de RA para inducir permeabilidad intestinal en pollos de engorda.


Materiales y  Métodos


Ácidos húmicos


El aislamiento y extracción de AH de lombricomposta fue realizada como lo describe Stevenson (1982). Para el proceso de extracción alcalina de AH, se utilizó hidróxido de sodio (0.1M NaOH) en una proporción de 5 partes de NaOH por una parte del componente (g/mL), se dejó reposar por 24 h a temperatura ambiente, se filtró a través de una malla de 125 µm y se acidificó usando ácido sulfúrico (H2SO4) al 10%, rectificando a pH 2. Los sólidos y líquidos fueron separados por decantación. La fracción solida (AH) fue enjuagada 2 veces con agua destilada para remover los residuos de ácido sulfúrico, y entre cada enjuague se centrifugó por 20 min a 5000 rpm. La muestra fue disecada en un roto-evaporador a 60oC hasta obtener una consistencia de gel. Finalmente fue drenado en un horno a 60oC. El resultado fue un polvo café-amarillo con un pH de 7 a 8.


Animales, dietas y diseño experimental


Pollos de engorda machos Cobb-Vantress de un día de vida (Fayetteville, AR, USA) fueron identificados con una tarjeta en el cuello, pesados y asignados de manera aleatoria a uno de los dos grupos (n=25 pollos), con o sin 0.2% de HA aislados de lombricomposta, y fueron alojados en baterías de crianza con ambiente controlado de acuerdo a su edad. Los pollos tuvieron libre acceso a agua y alimento por 14 días. La dieta experimental fue formulada de acuerdo a los requerimientos nutricionales para pollos de engorda recomendados por el NRC (1994) y ajustado de acuerdo a las recomendaciones para la estirpe (Cobb-Vantress Inc. 2015). No se adicionaron antibióticos a la dieta (Cuadro 1). Todos los procedimientos de manejo de los animales cumplieron con los lineamientos del Comité Institucional de Uso y Cuidado Animal (IACUC) en la universidad de Arkansas, Fayetteville. Especificadas en la IACUC aprobadas para el protocolo #15006. La permeabilidad intestinal fue inducida usando RA como se ha reportado previamente (Kuttappan et al 2015b; Vicuña et al., 2015b). Los pollos fueron asignados aleatoriamente a cada grupo experimental, y tuvieron libre acceso a agua y alimento desde el día 1 hasta el día 14 de vida. Al inicio del día 14, los pollos fueron sujetos a una restricción alimenticia de 24 h. La concentración de FITC-d fue calculada basada en el peso corporal del grupo, sin embargo, los grupos fueron pesados un día antes de la RA. A los 15 días de edad, a los pollos de ambos grupos se les dió la dosis apropiada de FITC-d en forma oral. Una hora después de la administración de FITC-d los pollos fueron sacrificados y se tomaron muestras de sangre desde la vena femoral, las muestras se centrifugaron (500 x g por 15 min) para separar el suero de las células rojas, para la detección de FITC-d. El contenido intestinal y las muestras de hígado fueron colectados para la evaluación de la viscosidad y la descripción de la translocación bacteriana.


Viscosidad


El contenido intestinal total fue colectado desde el divertículo de Meckel´s hasta la unión ileocecal. Para el análisis de la viscosidad, se utilizaron aproximadamente 1.5 g (peso en húmedo) de la digesta fresca que inmediatamente fue microcentrifugada a 12000 x g a una temperatura de 4oC durante 5 min. El fluido sobrenadante fue colectado y almacenado en un congelador hasta que la viscosidad fuera medida, la viscosidad fue determinada utilizando un viscosímetro de cono con placa LVDV-I (Brookfield Engineering Middleboro, MA). El análisis de las muestras y el viscosímetro se mantuvieron a 40oC durante la medición de la viscosidad. La viscosidad fue medida en centipoises (cP = 1/100 dyne s/cm2) y el resultado fue reportado en log10 cP.


Translocación bacteriana


Resumiendo, la mitad del hígado fue removido del pollo, colectado en bolsas estériles, homogeneizado, pesado y diluido 1:4 w/v con solución salina estéril al 0.9%. Se realizaron 10 diluciones por cada muestra, de cada grupo fueron hechas en placas Bacti de 96 pocillos y las muestras se diluyeron en Agar Tríptico de Soya (STA, catalogo no. 211822, Becton Dickinson, Sparks, MD). Las muestras fueron enriquecidas con caldo enriquecido de Soya y posteriormente se incubaron a 37°C durante 24 h. Después de esto las muestras fueron adicionadas con TSA e incubadas a 37°C por 24 h para confirmar la presencia de colonias.


Determinación  de la filtración de FITC-d en suero


La filtración intestinal de FITC-d (MW 3-5 kDa); Sigma-Aldrich Co., St Louis, MO) y la medición de sus concentraciones en suero como un marcador del trasporte paracelular y de la función de la barrera de la mucosa fue realizado de acuerdo a lo descrito previamente por Baxter et al. (2017). La concentración de FITC-d diluido de las muestras de suero (1:5 PBS) fueron medidas por la excitación de 485 nm longitud de onda, (BioTek Instruments, Inc., Vermont, USA). La medicion de la fluorecencia fue comparada con la curva estandar conocida para concentraciones de FITC-d. La filtracion intestinal para cada pollo fue reportada en ng de FITC-d/mL de suero (Baxter et al., 2017).

 



Analisis fisicoquímico de excreta de pollo


Se recogieron ocho muestras de heces de cada grupo de las bandejas de cada batería en el día 15 para obtener el análisis fisicoquímico de la excreta. La humedad se determinó secando la cama a 65°C durante la noche y comparando el peso antes y después del secado. El potencial de agua de la cama incubada se midió a 23 °C usando un potenciómetro de punto de rocío (Modelo WP4; ??Decagon Inc., Pullman, WA). El instrumento mide potenciales de agua de 0 a -80 MPa con una precisión de ± 0.1 MPa. El potencial de agua se obtuvo colocando 2 g de muestra en la cámara del potenciómetro y permitiendo que se equilibrara durante 5 a 10 minutos. El pH de la muestra se determinó usando un electrodo de combinación (Fisher Scientific, Hampton, NH) a una relación 5:1 de agua desionizada a muestra (Wolf, 2003). El N total y el C total se determinaron por combustión (Watson et al., 2003) de la muestra usando un analizador Vario Max CN (Elementar Americas, Inc., Mt. Laurel, NJ). El contenido de NH4-N de la excreta se determinó después de una extracción usando una dilución 1:60 de excreta a 1 N de KCl (Choi y Moore, 2008) seguido de un análisis de inyección de flujo (FIA) con el equipo Quickchem FIA+, método #12-107-06-2-A (Lachat Instruments, Milwaukee, WI). El contenido de NO3-N también se evaluó después de la extracción con KCl usando Quickchem FIA +, método nº 12-107-04-1-B (Lachat Instruments). La composición elemental total remanente de la excreta se determinó usando un análisis de espectroscopia de emisión óptica de plasma acoplado inductivamente (ICP-OES) después de la digestión por microondas usando HNO3 y HCl (Walter et al., 1997). La digestión en microondas se realizó usando un Mars 5 Microwave (CEM Corp., Matthews, NC). El procedimiento consistió en mezclar 0.5 g de excreta con 9 ml de HNO3 y 3 ml de HCl en un recipiente de digestión con microondas de teflón. Esta mezcla se dejó pre-digerir durante 45 minutos a temperatura ambiente y luego se colocó en el microondas. Se utilizó un tiempo de 6.5 minutos para lograr una temperatura de digestión de 175°C, que se mantuvo durante 12 min. Las muestras se dejaron enfriar a temperatura ambiente y luego se filtraron a través de un filtro Whatman 42 antes del análisis de ICP-OES. Los análisis de N y NH4-N total se realizaron en cama húmeda. La digestión en microondas para el análisis por ICP-OES se realizó en camada seca a 65°C. El N orgánico se estimó restando los valores de NH4-N y NO3-N del valor total de N. La mineralización de N orgánico y la pérdida total de N se determinaron mediante el balance de masa. Todos los valores de N se ajustaron para el contenido de humedad y se informaron en base al peso seco.


Modelo de digestion In vitro


El modelo de digestión in vitro se realizó por quintuplicado a 40ºC para simular la temperatura corporal de las aves de acuerdo con publicaciones anteriores con modificaciones menores (Annett et al., 2002; Latorre et al., 2015). En este experimento, se probaron dos dietas. Una dieta de control no tratada (Cuadro 1) y una dieta control suplementada con 6% de HA. Brevemente, para todos los compartimentos gastrointestinales simulados durante el modelo de digestión in vitro, se usó una incubadora de DBO (Incubadora de demanda bioquímica de oxígeno, modelo 2020, VWR, Houston, TX, EE. UU.) personalizada con un agitador orbital (Agitador orbital estándar, modelo 3500, VWR, Houston, TX, EUA) para mezclar el contenido alimenticio en los tubos experimentales a 19 rpm. Además, todas las muestras se mantuvieron en una posición de inclinación de 30º para facilitar la mezcla adecuada de partículas del alimento y las soluciones de enzimas incorporadas durante todo el ensayo. El primer compartimento gastrointestinal simulado fue el buche, donde se colocaron 5 g de alimento y 10 ml de ácido clorhídrico 0,03 M (HCL, catálogo nº HX0607-2, EMD Millipore Corporation, Billerica, MA, EE. UU.) en tubos de centrífuga de polipropileno de 50 ml. y se mezcló vigorosamente alcanzando un valor de pH de alrededor de 5.20, a continuación los tubos se incubaron durante 30 minutos. El segundo compartimento gastrointestinal simulado fue el proventrículo, donde se agregaron 3.000 U de pepsina por g de alimento (número de catálogo P700, Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, EUA) y 2.5 ml de HCl 1.5 M a cada uno de los tubos, alcanzando un pH entre 1.4 a 2.0, luego todos los tubos fueron incubados por 45 min. El tercer y último compartimento gastrointestinal simulado fue la sección intestinal. En este caso, se utilizaron 6.84 mg de pancreatina 8 x (catálogo nº P7545, Sigma-Aldrich, St Louis, MO, EE. UU.) por cada g de alimento incluidos en 6.5 ml de bicarbonato de sodio 1.0 M (NaHCO3, catálogo nº S6014 , Sigma-Aldrich, St Louis, MO, EE. UU.). El pH varió entre 6.4 y 6.8, y todas las muestras de tubo se incubaron durante 2 h. El proceso completo de digestión in vitro tomó 3 h y 15 min. Después del tiempo de incubación en cada compartimiento, se recogió una muestra para evaluar la viscosidad y el pH.


Datos y análisis estadístico


La translocación bacteriana al hígado (Log10 cfu/g), peso corporal (PC), ganancia de peso corporal (GPC), viscosidad, pH y concentración sérica de FITC-d se sometieron a un análisis de varianza de una vía como un diseño completamente aleatorizado, utilizando el procedimiento Modelo General Lineal de SAS (SAS Institute, 2002). Las diferencias significativas entre los medios se determinaron mediante la prueba de rango múltiple de Duncan a P <0.05. Los datos de enriquecimiento se expresaron como pollos positivos/totales (%), y el porcentaje de recuperación de bacterias se comparó utilizando la prueba de independencia Chi-cuadrado, probando todas las combinaciones posibles para determinar la significancia (P <0,05).


Resultados


Los resultados de la evaluación del PC y GPC de los pollos de engorda, con una dieta a base de maíz, con o sin la inclusión del 0.2% de AH durante los primeros 14 días fueron resumidos en el Cuadro 2. No se encontraron diferencias (P>0.05) ni en el PC ni en la GPC entre ambos grupos (Cuadro 2).

 



El Cuadro 3 muestra los resultados de la evaluación de la viscosidad intestinal, el FITC-d en suero y la translocación bacteriana en hígado en pollos que consumieron una dieta basada en maíz con o sin la inclusión de 0.2% de AH tras una restricción alimenticia de 24 h. Se observó un incremento significativo (P<0.05) en la viscosidad intestinal en el grupo experimental que consumió 0.2% de AH en comparación con el grupo control no tratado. El grupo tratado además mostró reducción significativa en el FITC-d en comparación con el grupo no tratado (P<0.05). Del mismo modo, en la translocación bacteriana se observó reducción significativa (P<0.05) en cfu log10 y en el número de muestras positivas en el hígado (P<0.001) en el grupo tratado (58%) en comparación con el grupo control no tratado (100%) (Cuadro 3).

 



Los resultados del análisis fisicoquímico del estiércol de pollo obtenido de los pollos de engorda con una dieta a base de maíz, con o sin la inclusión de 0.2% de AH seguidos de una RA de 24 h fueron recopilados en la Cuadro 4. Se observó una reducción significativa en el peso húmedo de la cama, pH, Amoniaco-N, Amoniaco-N húmedo y Amoniaco-Seco, fue observado en el grupo tratado en comparación con el grupo control o no tratado. Interesantemente el contenido de agua (%) fue significativamente alto en el grupo tratado comparado con el grupo no tratado (Cuadro 4).



El Cuadro 5 muestra los resultados del efecto de los AH sobre la viscosidad y el pH durante la digestión in vitro, bajo condiciones bioquímicas variables, simulando diferentes secciones de tracto gastrointestinal de pollo. Se observó un incremento significativo en la viscosidad en el compartimento de buche y en el intestino en el grupo tratado con 6% de AH en comparación con el grupo control. Tal como se esperaba se observó un incremento en la viscosidad asociado con el incremento del pH en ambos compartimentos. En contraste en el compartimento del proventrículo, se observó una reducción significativa de la viscosidad en el grupo tratado en comparación con el grupo control no tratado. En este compartimento el 6% de AH también incrementó el pH desde 1.90 en el grupo control, hasta 3.38 en el grupo tratado, afectando por lo tanto la polimerización de AH y por ende la  viscosidad (Cuadro 5).

 



Discusión


Los humanos hemos usado los AH por alrededor de dos siglos; sin embargo, aún se sabe muy poco acerca de su estructura y sus propiedades, debido a que no es posible clasificar a los AH en ninguna clasificación química como polisacáridos o proteínas (Islam et al., 2005; Peña-Méndez et al., 2005). Debido a su solubilidad, los ácidos fúlvicos son  materiales orgánicos solubles en agua en todos los valores de pH; mientras que los AH son insolubles a valores de pH ácido (pH <2) pero es soluble a valores de pH más altos. Por otro lado, las huminas son la fracción de materiales orgánicos naturales insolubles en agua a todos los valores de pH. Estas definiciones reflejan los métodos tradicionales para separar las diferentes fracciones de los materiales húmicos originales (Gaffney et al., 1996). Otras características interesantes de los AH son los altos rangos de peso y talla de sus moléculas, que van en un rango desde los cientos hasta los varios miles de unidades de masa atómica, que consisten de unidades alquilo/aromáticas, unidades enlazadas por oxígeno y nitrógeno, grupos funcionales mayormente unidos a ácidos carboxílicos, fenoles e hidroxilos de alcohol, cetona y grupos quinona (Saar and Weber, 1979). Estas características químicas de los AH tienen la función surfactante con la habilidad de unirse tanto al material hidrofóbicas como al hidrofílico (Gaffney et al., 1996).


Esta función en combinación con las propiedades coloidales, hacen a los AH agentes efectivos para transportar y ligar agentes contaminantes orgánicos e inorgánicos en el ambiente (Piccolo, 2002). En el presente estudio se observó un marcado incremento en la viscosidad intestinal en pollos de engorda que consumieron 0.2% de AH durante 14 días. Hasta donde sabemos, este es el primer reporte que muestra estos efectos en pollos de engorda. El incremento en la viscosidad intestinal de hecho puede re-direccionar el comportamiento de los AH, desde las características coloidales, las cuales pueden mejorar las interacciones químicas y físicas en largas superficies de estas partículas coloidales (Gaffney et al., 1996). Se pensaba que las características coloidales del material de los AH consistían de macromoléculas enrolladas, largas o tridimensionales con cargas eléctricas distribuidas sobre la partícula. La presencia de sitios cargados, arraigados desde grupos ionizados acidificados, resulta en una repulsión mutua y causa la máxima expansión de la molécula. Todas estas propiedades fisicoquímicas están estrechamente relacionadas con la solución química, así como la fuerza iónica o el pH (Klu?áková and V?žníková, 2017). Además se ha reportado que la polimerización de los AH ocurre tanto a pH 7 como a pH 4, de acuerdo con la gran movilidad de reacción de las moléculas, como lo confirma el incremento in vivo e in vitro de la viscosidad (Cozzolino and Piccolo, 2002). Además esto confirma que las interacciones de los AH con biomoléculas como el colágeno promueven la resistencia y maduración de las fibras de colágeno (Riede et al., 1992) incrementan la integridad del epitelio ileal (Yasar et al., 2002).


Por lo tanto, es posible que la polimerización del intestino por los AH fuera la responsable del incremento en la integridad intestinal. Las células del epitelio intestinal no solo son responsables de la digestión, secreción y absorción, también actúan como una barrera física que separa los agentes externos del ambiente de los hospederos internos, por lo tanto, previenen la entrada de microbiota intraluminal, antígenos y toxinas, además de promover tolerancia hacia nutrientes, agua y electrolitos (Salminen and Isolauri, 2006; Salzman, 2011; Elson and Cong, 2012). Ningún daño microscópico que  altere la permeabilidad intestinal está asociado con la translocación bacteriana desde la vena portal y/o desde la circulación por una infección bacteriana sistémica (Ilan, 2012). Se sabe que el estrés afecta la homeostasis del tracto gastrointestinal (TGI) debido a la alteración de la motilidad, permeabilidad, así como las alteraciones en la secreción y absorción de iones, fluidos y mucosa (Alverdy and Aoys, 1991; Collins and Bercik, 2009; Verbrugghe et al., 2011; Karavolos et al., 2013). Algunos investigadores han reportado que el estrés agudo o crónico modifica la permeabilidad intestinal asociada con una redistribución de las uniones estrechas (Maejima et al., 1984; Koh et al., 1996; Matter and Balda, 2007; Assimakopoulos et al., 2011).  Algunas de estas alteraciones están ligadas a los mastocitos en el eje cerebro-intestino el cual secreta muchos neurotransmisores y citocinas pro-inflamatorias con efectos profundos en la fisiología del TGI (Groschwitz and Hogan, 2009; Bailey et al., 2011; Lamprecht and Frauwallner, 2012). Otra hormona que incrementan durante el estrés agudo o crónico es el factor liberador de corticotropina, el cual incrementa la permeabilidad intestinal a través de la liberación de células mastocito dependientes de la liberación de TNF-? y proteasas (Taché and Perdue, 2004; Teitelbaum et al., 2008; Overman et al., 2012). Además, el exceso de cortisol provoca alteraciones en el TGI, infecciones oportunistas y una cicatrización deficiente de las heridas (Moeser et al., 2007; Smith et al., 2010; Galley and Bailey, 2014). El estrés oxidativo además incrementa la disrupción de las uniones estrechas por H2O2 o por óxido nítrico, permitiendo cambios en la actividad de la proteína tirosin-kinasa y tirosin-fosfatasa, alterando el estado de fosforilación de las proteínas de unión (Sander et al., 2005).


En consecuencia, nuestro laboratorio ha desarrollado recientemente varios modelos para inducir y estudiar la inflamación intestinal en las aves de corral. Esos modelos incluyen dietas altas en polisacáridos no- amilaceos (Tellez et al., 2014, 2015); dexametasona (Vicuña et al., 2015a); sulfato de dextrano de sodio (DSS) (Kuttappan et al., 2015a, Menconi et al., 2015); y 24 h de RA (Kuttappan et al., 2015b, Vicuña et al., 2015b). En los modelos anteriores, la inflamación causa la ruptura de las uniones estrechas epiteliales que aumentan la TB y la filtración de FITC-d en suero a la circulación sanguínea general. FITC-d es una molécula grande (3-5 kDa) que, en condiciones normales, no puede cruzar la barrera epitelial (Yan et al., 2009). Sin embargo, durante la inflamación intestinal las uniones estrechas se interrumpen permitiendo que el FITC-d y la microbiota entren en circulación. En el presente estudio, fue notable observar que la administración dietética de 0.2% de HA, en pollos que recibieron RA durante 24 h, mostró una reducción significativa en la permeabilidad intestinal, confirmada por la reducción en el paso de FITC-d y TB hepática cuando se comparó con control de pollos no tratados. Los organismos absorben el AH disuelto e interactúan a diversos niveles moleculares y bioquímicos, y se ha demostrado que pueden controlar transcripcionalmente sistemas de biotransformación, antioxidación y defensa antiestrés y modular las actividades enzimáticas respectivas. Además, los AH son potentes agentes quelantes de metales pesados ??como hierro y cobre (Vaughan y MacDonald, 1976). Ambos minerales son fuertes generadores de especies reactivas de oxígeno (ROS), y varios informes indican que los radicales libres desestabilizan la vía paracelular, aumentando las tasas de fuga de iones (Ferruzza et al., 2002; Henderson, 2005). Al recapturar los radicales, los AH puede aumentar el mecanismo defensivo antioxidante del huésped (Vašková et al., 2011; Aeschbacher et al., 2012). Además, se ha demostrado que los grupos aromáticos de AH estimulan la captación activa de Na +, la actividad de K + -ATPasa y reducen la permeabilidad paracelular, entonces estos efectos beneficiosos directos se opondrían a los efectos tóxicos de los metales (Wood et al., 2003, 2011).


La excreta de aves es una valiosa fuente de nutrientes para el suelo ya que contiene altos niveles de proteína (hasta 30% de proteína cruda), nitrógeno (N) y otros minerales, incluyendo fósforo, potasio y calcio (Kelleher et al., 2002). Sin embargo, un problema importante con la excreta de aves es la pérdida de N como amoníaco debido a la mineralización microbiana de la urea y ácido úrico, que representan hasta el 80% del N total en la excreta (Nahm, 2003). Además, la volatilización de amoníaco en las casetas de pollo produce emisiones malolientes y pérdida de valor de la excreta como fertilizante debido a la pérdida de N, pero lo más importante es que causa estrés severo y problemas de salud en las aves con impactos negativos en el rendimiento (Moore et al ., 2011). Los resultados del presente estudio mostraron una reducción significativa en la concentración de amoníaco en la excreta de pollos alimentados con 0.2% de AH durante los primeros 14 días. Estos hallazgos están de acuerdo con varios investigadores que han mostrado resultados similares en aves de corral y cerdos (Kelleher et al., 2002; Ji et al., 2006). Los AH desempeñan un papel importante en el ciclo del nitrógeno al influir en la distribución, la biodisponibilidad y el destino final del nitrógeno orgánico (Nahm, 2003). El amonio se oxida por bacterias autótrofas que oxidan amoníaco en el estiércol; sin embargo, se ha demostrado que los AH causan inhibición de la actividad de la ureasa modificando la biomasa microbiana en la excreta (Vaughan y MacDonald, 1976; Clinton et al., 1995). Estos cambios microbiológicos causados ??por HA reducen los efectos negativos de la aplicación directa de urea y otros fertilizantes químicos en las bacterias u hongos del suelo (Dong et al., 2009). En resumen, los resultados del presente estudio sugieren que la suplementación de 0.2% de AH en la dieta de pollos durante 14 días, aumenta la viscosidad intestinal y la integridad intestinal, y confirma sus beneficios reduciendo el amonio de la excreta de aves de corral.


Agradecimiento: Esta investigación fue apoyada por el Arkansas Bioscience Institute en el marco del proyecto: Desarrollo de un modelo aviar para la evaluación temprana de la colonización microbiana entérica en el tracto gastrointestinal y la función inmune.


Referencias


Aeschbacher, M., Graf, C., Schwarzenbach, R.P., Sander, M., 2012. Antioxidant properties of humic substances. Environ. Sci. Technol. 46, 4916–4925. doi: 10.1021/es300039h.

Aksu, T., Bozkurt, A.S., 2009. Effect of dietary essential oils and/or humic acids on broiler performance, microbial population of intestinal content and antibody titres in the summer season. Kafkas Univ. Vet. Fak. Derg. 15, 185–190.

Alverdy, J., Aoys E., 1991. The effect of glucocorticoid administration on bacterial translocation. Evidence for an acquired mucosal immunodeficient state. Ann. Surg. 214, 719-723.

Annett, C.B., Viste, J.R., Chirino-Trejo, M., Classen, H.L., Middleton, D.M., Simko, E., 2002. Necrotic enteritis: effect of barley, wheat and corn diets on proliferation of Clostridium perfringens type A. Avian Pathol. 31, 598–601.

Arafat, R.Y., Khan, S.H., Saima, 2017. Evaluation of humic acid as an aflatoxin binder in broiler chickens. Ann. Anim. Sci. 17, 241–255. doi:10.1515/aoas-2016-0050.

Assimakopoulos, S.F., Gogos, C., Labropoulou-Karatza, C., 2011. Could antioxidants be the “magic pill” for cirrhosis-related complications? A pathophysiological appraisal. Med. Hypotheses 77, 419–423.

Bailey, M.T., Dowd, S.E., Galley, J.D., Hufnagle, A.R., Allen, R.G., Lyte, M., 2011. Exposure to a social stressor alters the structure of the intestinal microbiota: implications for stressor-induced immunomodulation. Brain Behav. Immun. 25, 397–407. doi: 10.1016/j.bbi.2010.10.023.

Baxter, M.F., Merino-Guzman, R., Latorre, J.D., Mahaffey, B.D., Yang, Y., Teague, K.D.,

Graham, L.E., Wolfenden, A.D.,  Hernandez-Velasco, X., Bielke, L.R., Hargis, B.M., Tellez, G., 2017. Optimizing fluorescein isothiocyanate dextran measurement as a biomarker in a 24-h feed restriction model to induce gut permeability in broiler chickens. Front. Vet. Sci. 4, 56. doi: 10.3389/fvets.2017.00056.

Cetin, E., Guclu, B.K., Cetin, N., 2011. Effect of dietary humate and organic acid supplementation on social stress induced by high stocking density in laying hens. J. Anim. Vet. Adv. 10, 2402–2407. doi: 10.3923/javaa.2011.2402.2407.

Choi, I.H., Moore P.A.Jr., 2008. Effect of various litter amendments on ammonia volatilization and nitrogen content of poultry litter. J. Appl. Poult. Res. 17, 454–462. doi:10.3382/japr.2008-00012.

Clinton, P., Newman, R., Allen, R., 1995. Immobilization of 15N in forest litter studied by 15N CPMAS NMR spectroscopy. Eur. J. Soil Sci. 46, 551–556. doi:10.1111/j.1365-2389.1995.tb01351.x.

Cobb-Vantress Inc., 2015. Cobb 500 broiler performance and nutrition supplement, 14 pp. http://www.cobb-vantress.com/docs/default-source/cobb-500-guides/Cobb500_Broiler_Performance_And_Nutrition_Supplement.pdf (accessed 07 June 2017).

Collins, S.M., Bercik, P., 2009. The relationship between intestinal microbiota and the central nervous system in normal gastrointestinal function and disease. Gastroenterology 136, 2003–2014. doi: 10.1053/j.gastro.2009.01.075.

Cozzolino, A., Piccolo, A., 2002. Polymerization of dissolved humic substances catalyzed by peroxidase. Effects of pH and humic composition. Org. Geochem. 33, 281–294. https://doi.org/10.1016/S0146-6380(01)00160-7.

Dong, L., Córdova-Kreylos, A.L., Yang, J., Yuan, H., Scow, K.M., 2009. Humic acids buffer the effects of urea on soil ammonia oxidizers and potential nitrification. Soil Biol. Biochem. 41, 1612–1621.

Elson, C.O., Cong, Y., 2012. Host-microbiota interactions in inflammatory bowel disease. Gut Microbes 3, 332–344.

Ferruzza, S., Scacchi, M.,  Scarino, M.L., Sambuy, Y., 2002. Iron and copper alter tight junction permeability in human intestinal Caco-2 cells by distinct mechanisms. Toxicol. In Vitro 16, 399–404.

Gaffney, J.S., Marley, N.A., Clark, S.B., 1996. Humic and fulvic acids and organic colloidal materials in the environment, in: Gaffney, J.S., Marley, N.A., Clark, S.B. (Eds.), Humic and Fulvic Acids. ACS Publications, Washington, DC, pp. 2-16.

Galley, J.D., Bailey, M.T., 2014. Impact of stressor exposure on the interplay between commensal microbiota and host inflammation. Gut Microbes 5, 0–1.

Gomez-Rosales, S., Angeles, M., de L., 2015. Addition of a worm leachate as source of humic substances in the drinking water of broiler chickens. Asian-Australas J. Anim. Sci. 28, 215-222. doi: 10.5713/ajas.14.0321

Groschwitz, K.R., Hogan, S.P., 2009. Intestinal barrier function: molecular regulation and disease pathogenesis. J. Allergy Clin. Immunol. 124, 3–20. doi: 10.1016/j.jaci.2009.05.038.

Henderson, P.A., 2005. The growth of tropical fishes, in: Val, A.L., Vera, M.F., Randall, D.J. (Eds.), The Physiology of Tropical Fishes. Academic Press, USA., Vol. 21, pp. 85–100.

Ilan, Y., 2012. Leaky gut and the liver: a role for bacterial translocation in nonalcoholic steatohepatitis. World J. Gastroenterol. 18, 2609-2618. doi: 10.3748/wjg.v18.i21.2609.

Islam, K.M.S., Schuhmacher, A., Gropp, J.M., 2005. Humic acid substances in animal agriculture. Pak. J. Nutr. 4, 126–134.

Ji, F., McGlone, J.J., Kim, S.W., 2006. Effects of dietary humic substances on pig growth performance, carcass characteristics, and ammonia emission. J. Anim. Sci. 84, 2482–2490.

Karavolos, M.H., Winzer, K., Williams, P., Khan, C.M., 2013. Pathogen espionage: multiple bacterial adrenergic sensors eavesdrop on host communication systems. Mol. Microbiol. 87, 455–465. doi: 10.1111/mmi.12110.

Kelleher, B.P., Leahy, J.J., Henihan, A.M., O’dwyer, T.F., Sutton, D., Leahy, M.J., 2002. Advances in poultry litter disposal technology-a review. Bioresour. Technol. 83, 27–36.

Klu?áková, M., V?žníková, K., 2017. Micro-organization of humic acids in aqueous solutions. J. Mol. Struct. 1144, 33–40. https://doi.org/10.1016/j.molstruc.2017.05.012.

Koh, T.S., Peng, R.K., Klasing, K.C., 1996. Dietary copper level affects copper metabolism during lipopolysaccharide-induced immunological stress in chicks. Poult. Sci. 75, 867–872.

Kuttappan, V.A., Berghman, L., Vicuña, E., Latorre, J.D., Menconi, A., Wolchok, J., Wolfenden, A., Faulkner, O., Tellez, G., Hargis, B.M., Bielke, L.R., 2015a. Poultry enteric inflammation model with dextran sodium sulfate mediated chemical induction and feed restriction in broilers. Poult. Sci. 94, 1220-1226. doi: 10.3382/ps/pev114.

Kuttappan, V.A., Vicuña, E.A., Latorre, J.D., Wolfenden, A.D., Téllez, G.I., Hargis, B.M., Bielke, L.R., 2015b. Evaluation of gastrointestinal leakage in multiple enteric inflammation models in chickens. Front. Vet. Sci. 2, 66. doi: 10.3389/fvets.2015.00066.

Lamprecht, M., Frauwallner, A., 2012. Exercise, intestinal barrier dysfunction and probiotic supplementation. Med. Sport Sci. 59, 47-56. doi: 10.1159/000342169.

Latorre, J.D., Hernandez-Velasco, X., Kuttappan, V.A., Wolfenden, R.E., Vicente, J.L., Wolfenden, A.D., Bielke, L.R., Prado-Rebolledo, O.F., Morales, E., Hargis, B.M., Tellez, G., 2015. Selection of Bacillus spp. for cellulase and xylanase production as direct-fed microbials to reduce digesta viscosity and Clostridium perfringens proliferation using an in vitro digestive model in different poultry diets. Front. Vet. Sci. 2, 25. doi: 10.3389/fvets.2015.00025.

Lehmann, J., Kleber, M., 2015. The contentious nature of soil organic matter. Nature 528, 60–68. doi: 10.1038/nature16069.

Maejima, K., Deitch, E., Berg, R., 1984. Bacterial translocation from the gastrointestinal tracts of rats receiving thermal injury. Infect. Immun. 43, 6–10.

Matter, K., Balda, M.S., 2007. Epithelial tight junctions, gene expression and nucleo-junctional interplay. J. Cell Sci. 120, 1505–1511.

Maysa, M.H., El-Sheikh, A.M.H., 2008. The effect of dietary humic acid supplementation on some productive and physiological traits of laying hens. Egypt. Poult. Sci. 28, 1043–1058.

Menconi, A., Hernandez-Velasco, X., Vicuña, E.A., Kuttappan, V.A., Faulkner, O.B., Tellez, G., Hargis, B.M., Bielke, L.R., 2015. Histopathological and morphometric changes induced by a dextran sodium sulfate (DSS) model in broilers. Poult. Sci. 94, 906-911. doi: 10.3382/ps/pev054.

Moeser, A.J., Ryan, K.A., Nighot, P.K., Blikslager, A.T., 2007. Gastrointestinal dysfunction induced by early weaning is attenuated by delayed weaning and mast cell blockade in pigs. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 293, G413–G421.

Moore, P.A.Jr., Miles, D., Burns, R., Pote, D., Berg, K., Choi, I.H., 2011. Ammonia emission factors from broiler litter in barns, in storage, and after land application. J. Environ. Qual. 40, 1395–1404. doi: 10.2134/jeq2009.0383.Nahm, K. 2003. Evaluation of the nitrogen content in poultry manure. World’s Poult. Sci. J. 59, 77–88. https://doi.org/10.1079/WPS20030004

National Research Council, 1994. Nutrient Requirements of Poultry, ninth ed. National Academy Press, Washington, DC, USA.

Overman, E.L., Rivier, J.E., Moeser, A.J., 2012. CRF induces intestinal epithelial barrier injury via the release of mast cell proteases and TNF-?. PloS One 7, e39935. doi: 10.1371/journal.pone.0039935.

Pandey, A.K., Pandey, S.D., Misra, V., 2000. Stability constants of metal-humic acid complexes and its role in environmental detoxification. Ecotoxicol. Environ. Saf. 47, 195–200.

Peña-Méndez, E.M., Havel, J., Pato?ka, J., 2005. Humic substances-compounds of still unknown structure: applications in agriculture, industry, environment, and biomedicine. J. Appl. Biomed. 3, 13–24.

Piccolo, A. 2002. The supramolecular structure of humic substances: a novel understanding of humus chemistry and implications in soil science. Adv. Agronomy 75, 57–134. https://doi.org/10.1016/S0065-2113(02)75003-7.

Riede, U., Jonas, I., Kirn, B., Usener, U.H., Kreutz, W., Schlickewey, W., 1992. Collagen stabilization induced by natural humic substances. Arch. Orthop. Trauma Surg. 111, 259–264.

Saar, R.A., Weber, J.H., 1979. Complexation of cadmium (II) with water-and soil-derived fulvic acids: effect of pH and fulvic acid concentration. Can. J. Chem. 57, 1263–1268.

Salminen, S., Isolauri, E., 2006. Intestinal colonization, microbiota, and probiotics. J. Pediatr. 149, S115–S120.

Salzman, N.H., 2011. Microbiota-immune system interaction: an uneasy alliance. Curr. Opin. Microbiol. 14, 99–105. doi: 10.1016/j.mib.2010.09.018.

Sander, G.R., Cummins, A.G., Powell, B.C., 2005. Rapid disruption of intestinal barrier function by gliadin involves altered expression of apical junctional proteins. FEBS Lett. 579, 4851–4855.

SAS Institute, 2002. SAS User Guide. SAS Institute Inc., Cary, NC, USA.

Smith, F., Clark, J.E., Overman, B.L., Tozel, C.C., Huang, J.H., Rivier, J.E., Blisklager, A.T., Moeser, A.J., 2010. Early weaning stress impairs development of mucosal barrier function in the porcine intestine. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 298, G352–G363. doi: 10.1152/ajpgi.00081.2009.

Stevenson, F.J., 1982. Humus Chemistry: Genesis, Composition, Reactions. John Wiley and Sons, New York,  USA.

Taché, Y., Perdue, M., 2004. Role of peripheral CRF signalling pathways in stress-related alterations of gut motility and mucosal function. Neurogastroenterol. Motil. 16, 137–142.

Teitelbaum, A.A., Gareau, M.G., Jury, J., Yang, P.C., Perdue, M.H., 2008. Chronic peripheral administration of corticotropin-releasing factor causes colonic barrier dysfunction similar to psychological stress. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 295, G452–G459. doi: 10.1152/ajpgi.90210.2008.

Tellez, G., Latorre, J.D., Kuttappan, V.A., Kogut, M.H., Wolfenden, A., Hernandez-Velasco, X., Hargis, B.M., Bottje, W.G., Bielke, L.R., Faulkner, O.B., 2014. Utilization of rye as energy source affects bacterial translocation, intestinal viscosity, microbiota composition, and bone mineralization in broiler chickens. Front. Genet. 5, 339. doi: 10.3389/fgene.2014.00339.

Tellez, G., Latorre, J.D., Kuttappan, V.A., Hargis, B.M., Hernandez-Velasco, X., 2015. Rye affects bacterial translocation, intestinal viscosity, microbiota composition and bone mineralization in turkey poults. PloS One 10, e0122390. doi: 10.1371/journal.pone.0122390.

Van Rensburg, C.J., Van Rensburg, C.E., Van Ryssen, J.B., Casey, N.H., Rottinghaus, G.E., 2006. In vitro and in vivo assessment of humic acid as an aflatoxin binder in broiler chickens. Poult. Sci. 85, 1576–1583.

Vašková, J., Veliká, B., Pilátová, M., Kron, I., Vaško, L., 2011. Effects of humic acids in vitro. In Vitro Cell. Dev. Biol. Anim. 47, 376–382. doi: 10.1007/s11626-011-9405-8.

Vaughan, D., MacDonald, I.R., 1976. Some effects of humic acid on cation uptake by parenchyma tissue. Soil Biol. Biochem. 8, 415–421. doi: 10.1016/0038-0717(76)90043-2

Verbrugghe, E., Boyen, F., Van Parys, A., Van Deun, K., Croubels, S., Thompson, A., Shearer, N., Leyman, B., Haesebrouck, F., Pasmans, F., 2011. Stress induced Salmonella Typhimurium recrudescence in pigs coincides with cortisol induced increased intracellular proliferation in macrophages. Vet. Res. 42, 118. doi: 10.1186/1297-9716-42-118.

Vicuña, E.A., Kuttappan, V.A., Galarza-Seeber, R., Latorre, J.D., Faulkner, O.B., Hargis, B.M.,  Tellez, G., Bielke, L.R. 2015a. Effect of dexamethasone in feed on intestinal permeability, differential white blood cell counts, and immune organs in broiler chicks. Poult. Sci. 94, 2075-2080. doi: 10.3382/ps/pev211.

Vicuña, E.A., Kuttappan, V.A., Tellez, G., Hernandez-Velasco, X., Seeber-Galarza, R., Latorre, J.D., Faulkner, O.B., Wolfenden, A., Hargis, B.M., Bielke, L.R., 2015b. Dose titration of FITC-D for optimal measurement of enteric inflammation in broiler chicks. Poult. Sci. 94, 1353-1359. doi: 10.3382/ps/pev111.

Walter, P.J., Chalk, S., Kingston, H.M., 1997. Overview of microwave-assisted sample preparation, in: Kinston, H.M., Haswell, S.J. (Eds.), Microwave-Enhanced Chemistry: Fundamentals, Sample Preparation and Applications. American Chemical Society, Washington, DC.

Watson, M., Wolf, A., Wolf, N., 2003. Total nitrogen, in: Peters, J. (Ed.), Recommended Methods of Manure Analysis. University of Wisconsin Extension, Madison, WI, pp. 18-24.

Wolf, N., 2003. Determination of manure electrical conductivity, in: Peters, J. (Ed.), Recommended Methods of Manure Analysis. University of Wisconsin Extension, Madison, WI, pp. 50-51.

Wood, C.M., Matsuo, A.Y., Wilson, R.W., Gonzalez, R.J., Patrick, M.L., Playle, R.C., Luis Val, A., 2003. Protection by natural blackwater against disturbances in ion fluxes caused by low pH exposure in freshwater stingrays endemic to the Rio Negro. Physiol. Biochem. Zool. 76, 12–27.

Wood, C.M., Al-Reasi, H., Smith, D.S., 2011. The two faces of DOC. Aquat. Toxicol. 105, 3–8. doi: 10.1016/j.aquatox.2011.03.007.

Yan, Y., Kolachala, V., Dalmasso, G., Nguyen, H., Laroui, H., Sitaraman, S.V., Merlin, D., 2009. Temporal and spatial analysis of clinical and molecular parameters in dextran sodium sulfate induced colitis. PloS One, 4: e6073. doi: 10.1371/journal.pone.0006073

Yasar, S., Gokcimen, A., Altuntas, I., Yonden, Z., Petekkaya, E., 2002. Performance and ileal histomorphology of rats treated with humic acid preparations. J. Anim. Physiol. Anim. Nutr. 86, 257–264.

Zralý, Z., Písa?íková, B., Tr?ková, M., Navrátilová, M., 2008. Effect of humic acids on lead accumulation in chicken organs and muscles. Acta Vet. Brno 77, 439–445. https://doi.org/10.2754/avb200877030439.

 

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