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Efecto de las fumonisinas y aflatoxinas sobre la viabilidad e integridad celular, estudio in vitro

  • Agosto 23, 2021
  • 1,612
Autor: Vanessa Salinas Biviano
Colaboradores: Carlos Gerardo García Tovar1, Rubén Merino Guzmán2 y Juan Carlos Del Río García1

1 Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán UNAM, 2 Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia UNAM.


En los últimos años, las fumonisinas y aflatoxinas han demostrado ser las micotoxinas más prevalentes a nivel mundial desde el punto de vista agrícola, contaminando principalmente el maíz y sus derivados. Estudios in vitro sobre los efectos de Fumonisina B1 en diferentes líneas celulares con características epiteliales como Caco-2, IPEC-1 y LLC-PK1, han demostrado la citotoxicidad de esta micotoxina, así como su efecto sobre la respuesta inmune y alteración de la barrera de permeabilidad. Sin embargo, emplean concentraciones superiores (> 100 µM o 72 mg/kg) a las reportadas en campo, siendo escasos los estudios que evalúan el efecto de las micotoxinas sobre las células enfocado a las uniones e integridad, correlacionando ambas alteraciones que aporten datos para complementar el entendimiento sobre el mecanismo de acción de esta micotoxina. El objetivo de este trabajo fue, evaluar el efecto de la fumonisina B1 (FB1) y aflatoxina G2 (AFG2) en concentraciones reportadas actualmente en el campo de 3-10 mg/kg (FB1) y 0.05-2 mg/kg (AFG2). El estudio consistió en evaluar el efecto de estas dos micotoxinas sobre la morfología, viabilidad, permeabilidad e integridad celular (estructura de citoesqueleto), tras un tiempo de exposición de 48 horas sobre la línea RK13 (células epiteliales de riñón de conejo), de la cual existen pocos reportes de su comportamiento frente a micotoxinas. La morfología se observó en un microscopio invertido, la viabilidad se estudió mediante ensayos para determinar la funcionabilidad mitocondrial de las células (MTT), permeabilidad y estructura de citoesqueleto fueron evaluadas a través de la resistencia transepitelial eléctrica (TEER) y fluorescencia directa, respectivamente. Los resultados más relevantes son que las aflatoxinas G2 tuvieron un menor efecto que las Fumonisinas B1 sobre las variables evaluadas (p<0.05). Las fumonisinas B1, ocasionaron la alteración de la estructura del citoesqueleto (filamentos de actina), lo que llevó a un aumento de la permeabilidad, disminución de la viabilidad, afectando la integridad de la barrera y morfología celular, que culminó en la muerte de las células de riñón de conejo RK13. Los resultados obtenidos son relevantes, ayudando a entender mejor los mecanismos de lesión de las aflatoxinas y las fumonisinas. Las aflatoxinas causan necrosis celular evidente, mientras que las fumonisinas alteran el citoesqueleto modificando la permeabilidad e integridad celular, lo que hace que la lesión celular no sea visible. Estos datos pueden ser extrapolados a los animales domésticos, de cómo las fumonisinas afectan la permeabilidad y la integridad intestinal, sobre todo si las lesiones morfológicas macroscópicas y microscópicas no son evidentes. Este estudio es parte de la línea de investigación del efecto de las micotoxinas sobre la salud animal e integridad intestinal en aves domésticas.


Palabras clave
: Fumonisina B1, Aflatoxina G2, RK13, viabilidad, permeabilidad, integridad, citoesqueleto.


Introducción


Las micotoxinas son metabolitos secundarios que actúan como antibióticos, favoreciendo la prevalencia del moho frente a otros microorganismos (Bennett, 2003), son producidas principalmente por hongos filamentosos bajo unas condiciones óptimas de temperatura que oscilan entre los 20-25 °C, requieren de un pH entre 4 y 8 y una humedad relativa de 80 a 90 %. Por su capacidad toxigénica las micotoxinas más importantes son: aflatoxinas, ocratoxinas, tricotecenos (deoxinivalenol- toxina T2) y las fumonisinas (Serrano-Coll, 2015).


Las aflatoxinas (AF) se encuentran presentes en cereales, semillas, especias, higos y frutas secas. Son las micotoxinas más tóxicas y dañan a todos los animales como el ganado bovino, aviar, equino, porcino, peces, ratas y mascotas como perros y gatos, etc. Hay alrededor de 20 tipos de AF, las más importantes por su alto potencial cancerígeno, mutágeno y teratógeno son: B1 (AFB1), B2 (AFB2), G1 (AFG1), G2 (AFG2) (Gimeno, 2011). La contaminación por AF en alimentos se produce en almacenes, especialmente si la cosecha está húmeda o en las camas de las aves (Carvajal, 2013). Las AF se ligan o adhieren a ácidos nucleicos de ADN o ARN, y a proteínas, y afectan a todos los seres vivos con ácidos nucleicos, desde virus a vegetales y al humano (Rodríguez, 2010). Los caracteres patológicos generales son hepatotoxicidad, carcinogénesis, teratogénesis, mutagénesis e inmunosupresión. En animales de granja, las aflatoxinas producen descenso en la productividad por disminución del crecimiento, de la eficiencia alimentaria, y de la respuesta inmunológica, que eventualmente pueden llegar a causar la muerte (Uribe,2015).


Las fumonisinas son las toxinas mayoritarias excretadas por Fusarium verticillioides, el principal hongo patógeno que afecta la productividad del maíz en el mundo. Dentro de esta familia predominan las fumonisinas B1, B2 y B3, pero la B1 (FB1) conforma más del 75% del total de ellas y es la más estudiada. (De la Torre-Hernández, 2014). Su mecanismo de acción es mediado por la inhibición de la ceramida sintasa siendo una enzima clave que interrumpe el metabolismo de los esfingolípidos en células, tejidos, hepatocitos, neuronas y células renales, provocando toxicidad celular e inhibición del crecimiento (Uribe, 2015). Los principales síndromes que produce son neurotóxicos, nefrotóxico, hepatotóxicos y lesiones cardiacas. Los signos clínicos asociados con la ingesta de FB1 en pollos de engorda incluyen: disminución del consumo alimenticio, decremento en la ganancia de peso, parvadas con pesos desiguales, diarrea, enteritis catarral y raquitismo (Morales, 2017; Brugère-Picoux, 2015 y Gimeno, 2013). En las lesiones macroscópicas se observa un aumento en el tamaño de hígado, riñones, páncreas, proventrículo y molleja; así como depleción y atrofia de órganos linfoides (Morales, 2017).


Con el fin de evaluar el riesgo tóxico de compuestos de las micotoxinas, se han establecido modelos in vitro que permiten trabajar con cultivos celulares y obtener datos de los efectos del compuesto ensayado (García, 2014).


La AFB1 en concentración de 50 µM afecta la morfología celular del epitelio intestinal porcino (IPEC-1) y a concentraciones de 1, 2 y 5 µM en combinación con FB1 afecta la proliferación y produce daño celular (Del Río García, 2007). En modelos in vivo con pollos, la AFB1 en concentraciones de 2 ppm no incrementaron la permeabilidad gastrointestinal (Galarza, 2016). La FB1 en concentraciones de 50, 100, 200 y 500 µM, alteran la morfología, proliferación y la función de barrera del IPEC-1 y por lo tanto la resistencia transepitelial eléctrica (Del Río, 2007 y Bouhet, 2003).


Estudios recientes muestran que en México los niveles de contaminación de Aflatoxinas en el campo son en promedio de 0.46 mg /kg y de FB1 van de 0.2 a 10 mg /kg. Los estudios in vitro realizados por diversos investigadores manejan concentraciones muy superiores a las que se encuentran en campo de ambas micotoxinas, por lo que es necesario conocer el efecto de las concentraciones encontradas a nivel de campo sobre modelos in vitro, con el fin de entender el mecanismo de lesión bajo el cual estas micotoxinas podrían alterar la integridad  celular, específicamente de células de tejidos epiteliales, ya que son los epitelios los que en primera instancia se encuentran en contacto directo con las micotoxinas al ser ingeridas ya sea en animales o humanos, pues estos tienen una función de barrera ante agentes externos. La finalidad de este estudio fue emplear concentraciones de dos micotoxinas (Fumonisina B1 y Aflatoxina G2) actualmente encontradas en el campo y evaluar su efecto sobre los parámetros de viabilidad e integridad en células de epitelio de riñón de conejo (RK13) así como sobre la morfología celular y estructura del citoesqueleto.


Materiales y Métodos


Cultivo celular.
Las células RK13 (ATCC CCL-37, células de riñón de conejo de morfología epitelial) se cultivaron en medio DMEM, suplementado con suero fetal bovino (SFB) al 7%, adicionado con antibióticos penicilina, 5000 UI y estreptomicina, 5 µg/ml. Las células se mantuvieron en una incubadora a 37ºC con una atmósfera de 5% de CO2 y 95% de humedad (Roblero, 2016).


Micotoxinas
. Se trabajó con Fumonisina B1 (FB1) (Sigma Aldrich Fumonisin B1 from Fusarium moniliforme, Product No. F1147, Saint Louis, USA) en presentación polvo (liofilizada) de 5 mg con peso molecular 721.83 g/ml [C34H59NO15], la cual se diluyó en agua destilada estéril, a partir de la concentración madre de FB1 se prepararon las concentraciones propuestas para experimentar (4.15 µM, 6.92 µM y 13.85 µM) 3, 5 y 10 ppm, respectivamente. La aflatoxina G2 cristalina (Sigma Aldrich, Product No. A0263, Saint Louis, USA) presentación de 10 mg, con un peso molecular de 330.30 g /ml [C17H14O7], se diluyó en metanol para preparar la solución madre, posteriormente se diluyó en medio de cultivo a las concentraciones establecidas para el experimento (0.069 µM, 0.138 µM y 0.276 µM) 0.05, 01 y 0.2 ppm, respectivamente (Del Río, 2007; Bouhet, 2006 y Bouhet, 2003). Para la aplicación de los tratamientos, primero se descartó el efecto de los vehículos de las micotoxinas sobre el cultivo celular para garantizar que los efectos encontrados se debieran a la micotoxina y no a sus diluyentes.


Morfología celular.
Para la evaluación morfológica se realizó la siembra de células RK-13 a razón de 6 x106 células / ml en cada pozo en Micro placas de 24 pocillos  (Costar®, Corning), una vez formada la monocapa con una confluencia del 100% (48 horas), se aplicaron los tratamientos a las concentraciones previamente mencionadas. Los cultivos celulares se observaron y fotografiaron en un microscopio UNICO AC 110 VIN a las 24 y 48 horas post inoculación de las micotoxinas (Del Río, 2007 y Bouhet, 2003).


Viabilidad celular (MTT)
. El efecto sobre la viabilidad fue evaluado a través de la determinación de la reducción metabólica del Bromuro de 3-(4,5-dimetiltiazol-2-ilo)-2,5-difeniltetrazol (MTT) (Sigma- Aldrich, Product No. M5655, Saint Louis, USA). La cantidad de formazán producido es proporcional a la cantidad de células vivas. Una vez transcurridas las 48 horas post inoculación del cultivo con las micotoxinas, se expusieron las células a la solución de MTT (0.5 mg / ml) en cada pocillo, se dejaron incubar en una atmósfera húmeda con 5% de CO2 a 37° C durante 3 horas. Finalmente, la intensidad del producto se analizó mediante espectrofotometría a 595 nm en un lector de microplacas BioRad® modelo 550 (Jardón, 2018 y Bouhet, 2003).


Evaluación del citoesqueleto de actina
. Para visualizar los filamentos de actina, se aplicó la técnica de fluorescencia directa con faloidina conjugada a rodamina. Una vez pasadas las 48 horas de exposición del cultivo a las concentraciones de micotoxinas anteriormente mencionadas, las células crecidas en cubreobjetos se fijaron con formalina acuosa al 10% en un amortiguador salino de fosfatos (PBS) durante 20 minutos y se permeabilizaron con Tritón X-100 al 0.5% en PBS por 5 min. Para reducir la unión no específica, las células se bloquearon con albúmina de suero bovino al 1% por 20 minutos. Después de cada paso las células se lavaron con PBS. Las células se incubaron con faloidina conjugada a rodamina por 20 min. Después se realizaron 3 lavados con PBS y un lavado con agua desionizada y se montaron los cubreobjetos sobre portaobjetos empleando medio de montaje. Las células se observaron en un microscopio de fluorescencia (VELAB MICROSCOPE VE-146YT) (Jardón, 2018).


Medición de la Resistencia Transepitelial Eléctrica (TEER).
Se cultivaron las células RK13 a una densidad de 1.5 x 10 5 células en insertos de membrana de tereftalato de polietileno de 0.6 cm2 con un tamaño de poro de 0.4 μm (Merck Millipore, No. Cat. PIHP01250, Darmstadt, Germany) en medio de cultivo, una vez alcanzada la confluencia del 100%, se realizó el cambio de medio de mantenimiento cada 48 horas el cual contenía también las micotoxinas a las concentraciones de 3, 5 y 10 ppm   para FB1 y 0.05,0.1 y 0.2 ppm para AFG2.  La TEER se midió durante 10 días con un Voltímetro Millicell ERS-2 Millipore (No. Cat MERS00002, Millipore Corporation. Billerica, MA, U.S.A.). Los valores de TEER fueron reportados como Ω×cm2 (Pinton, 2009 y Bouhet, 2003).


Análisis estadístic
o. Los datos fueron evaluados con un análisis de la varianza (ANOVA), la comparación de medias se realizó según la prueba de Tukey, utilizando el paquete estadístico Statgraphics plus 5.0. El valor de significancia fue del 95% (α = 0.05) para distinguir la diferencia entre los tratamientos.


Resultados


Morfología.
Aparentemente se mantiene la estructura de la monocapa en todos los casos, así como la forma de polígonos irregulares de las células, sin embargo, es notable la presencia de detritos celulares en ambos tratamientos al ser comparados con un cultivo sin tratar, siendo más evidente en Fumonisina B1; notándose así un efecto de ambas micotoxinas sobre las células RK13, siendo mayor el de FB1 que el de AFG2.


Viabilidad celular
. El mayor grado de lesión celular (p<0.05) se dio en las concentraciones de 5 y 10 ppm de FB1, la viabilidad celular con 3 ppm de FB1 no fue diferente a la del testigo. La viabilidad celular se reduce al aumentar la concentración de aflatoxina G2 en el cultivo. Estadísticamente, se tuvo diferencias significativas (p<0.05) entre el grupo control y las concentraciones de 0.1 y 0.2 ppm, así como diferencias entre los tratamientos de 0.05 y 0.2 ppm de aflatoxina G2.


Evaluación del citoesqueleto de actina
La FB1 provocó mayor lesión en las concentraciones de 6.92 µM y 13.85 µM (5 y 10 ppm, respectivamente), las células presentan fragmentos de monocapa con lisis e inhibición del crecimiento celular en esas áreas del cultivo. Se aprecia una disminución en el grosor de la corteza celular en los 3 tratamientos evaluados, siendo más notorio en las concentraciones de 5 y 10 ppm. No se encontraron filopodios o lamelipodios en las células tratadas con las 3 concentraciones (Figura 1).

 



No se apreciaron cambios sobre la estructura del citoesqueleto con ninguna de las 3 concentraciones de aflatoxina G2 en comparación con el cultivo control. No se observaron filopodios o lamelipodios en ninguna de las 3 concentraciones de AFG2.


Medición de la Resistencia Transepitelial Eléctrica (TEER).
 Se observó reducción del TEER cuando se añadió FB1 dependiente de tiempo y dosis. Después de 48 horas de exposición a los tratamientos, las células presentaron una disminución considerable con respecto al cultivo control del -51% para 5ppm, -31% para 10 ppm y del -12% para 3 ppm. Al final del experimento, la TEER disminuyó -98, -96 y -64% para las células tratadas con 10,5 y 3 ppm respectivamente. La medición se realizó por 10 días, lapso en el que se pudo realizar la medición de la TEER ya que ésta disminuyó casi hasta cero (Figura 2).

 



Se observó reducción del TEER en las células tratadas con AFG2, dependiente de tiempo y dosis, la cual no fue tan intensa como en la FB1, ya que los valores de TEER fueron muy cercanos a los del grupo control después de 10 días de aplicación al cultivo, la mayor disminución fue del 1.05% para las células tratadas con 0.1 ppm.


Discusión


Con respecto a la morfología, se observó la presencia de detritos celulares en ambos tratamientos, siendo más evidente en las concentraciones de 5 y 10 ppm de FB1. En el caso de FB1, los resultados coinciden con los estudios Del Rio et al (2007), quienes demostraron que la FB1 en concentraciones menores de 500 µM (361 ppm) no provoca cambios morfológicos sobre células intestinales de porcino (IPEC-1), solo se observó aumento en la cantidad de detritos celulares en el medio de cultivo a las 24 horas de contacto del cultivo con la micotoxina a la concentración más alta (500 µM). También hay coincidencia con el estudio in vitro de Yoo et al (1992) con células de riñón porcino (LLC-PK1) quien evaluó el efecto de FB1 sobre el cultivo, se observó que después de 24-48 horas de exposición a 35 µM de la micotoxina, la morfología de las células cambió a apariencia de fibroblastos, hubo pérdida de contacto célula-célula, pero no se reportaron cambios morfológicos en concentraciones menores. Tampoco se observaron cambios morfológicos en las células epiteliales RK13 tratadas con AFG2, la toxicidad de la aflatoxina G2 es aproximadamente 10% de la que presenta la AFB1, la cual se activa a través de la conversión a un metabolito electrofílico AFB1-8,9-epóxido que requiere la presencia de un doble enlace entre los carbonos C8-C9, que la AFG2 no posee, razón por la que las aflatoxinas B2 y G2 son prácticamente atóxicas comparadas con las B1 y G1 (Urrego, 2006).


En la viabilidad, las células RK13 mostraron sensibilidad similar para ambas micotoxinas, en el caso de FB1, la viabilidad se ve afectada por la micotoxina y no por la concentración. Otro estudio realizado por Bouhet et al 2003, con FB1 en células LLCPK1 e IPEC-1 (epitelio de intestino porcino) señala que la FB1 inhibe la proliferación celular dependiente de la dosis, observándose una disminución significativa del crecimiento celular a concentraciones determinadas como no citotóxicas para ambas líneas (10 y 20 µM). Concluyeron que IPEC-1 es sensible a 33 µM y LLC-PK1 es sensible a 36 µM, concentraciones que inhibieron el 50 % de la conversión a formazán, ambas concentraciones superiores a las empleadas en el presente trabajo.


De igual forma es probable que el tiempo de exposición de las células RK13 a FB1 pudiera influenciar sobre el porcentaje de viabilidad, ya que el tiempo de exposición fue de 48 horas, pues Minervini en 2014 menciona que tiempos cortos de exposición (24-48 horas) de FB1  en células  HT-29( línea intestinal de colón humano) no modificaron significativamente la proliferación celular, encontrando una inhibición del  30% de crecimiento celular a concentraciones mayores de 8.6 µM  (12 ppm) por un periodo de exposición de 72 horas.


Para AFG2 los valores de viabilidad fueron de 98, 93 y 90% para 0.05, 0.1 y 0.2 ppm respectivamente, no habiendo diferencia entre el grupo control y 0.05 ppm, pero si entre el control y las concentraciones de 0.1 y 0.2 ppm, y al comparar entre concentraciones, no hubo diferencia entre 0.1 y 0.2 ppm, pero si entre 0.5 con 0.2 ppm. Del Rio et al 2007, evaluaron el efecto de AFB1 en concentraciones de 1.3 y 2 µM sobre las células IPEC-1 que afectaron su capacidad proliferativa, siendo el daño más grave a concentraciones iguales o superiores a 5 µM. Estos hallazgos concuerdan con los de otros investigadores, utilizando células HepG2 (células de hematoma humano) expuestas a periodos similares de 24 h.  Sin embargo estos resultados se encontraron empleando concentraciones superiores a las trabajadas con AFG2, ya que la concentración mayor fue de 0.2 ppm (0.276 µM), es decir 25 veces menor a la empleada en el artículo citado, razón por la cual pudieran no haberse encontrado un efecto sobre la capacidad  proliferativa como la reportada en el artículo, de igual forma es importante considerar el grado de toxicidad que AFG2 tiene en comparación con la AFB1, ya que posee sólo el 10% de la toxicidad de AFB1, lo cual disminuye el efecto de AFG2 sobre la viabilidad del cultivo RK13.


En la evaluación del daño a citoesqueleto, se observó que FB1 tiene efecto sobre el citoesqueleto, específicamente sobre los filamentos de actina, ya que a las concentraciones de 5 y 10 ppm hubo una notoria diminución del grosor en la corteza celular, así como una fragmentación de la monocapa, pudiéndose presentar lisis e inhibición del crecimiento celular en esas áreas del cultivo. Con respecto al efecto de la AFG2 sobre el citoesqueleto, en ninguna de las concentraciones empleadas (0.5, 0.1 y 0.2 ppm) se observó una alteración de la monocapa o grosor de la corteza celular, manteniéndose así la integridad de barrera de las células que forman la monocapa.


Por su parte, la medición de la resistencia transepitelial eléctrica (TEER) que evalúa la integridad de barrera, se hizo por un periodo de 10 días, ya que en las células tratadas con FB1 la resistencia disminuyó hasta en un 98% con 10 ppm, es decir, un valor de 0.2 Ω x cm2 obtenido al final del experimento, mientras que para 5 y 3 ppm, la resistencia tuvo una reducción del 96 (0.6 Ω x cm2) y 64 % (6.8 Ω x cm2) respectivamente. Específicamente efectos de FB1 sobre TEER en líneas celulares han demostrado para el caso de IPEC-I que la FB1 a concentraciones de 50, 200 y 500 µM disminuye la resistencia de manera dependiente de dosis y tiempo después de 8-12 días de tratamiento con la micotoxina, así mismo, la TEER disminuye independientemente del estado de diferenciación celular (Bouhet et al 2003).  


Es importante mencionar que en el 5to día de la medición de la TEER, independientemente de la concentración, pareciera que hay una recuperación o aumento de la resistencia, lo cual va ligado al hecho de que cada 48 horas se realizó el cambio de medio, tiempo en el cual las células absorben y metabolizan los nutrientes así como micotoxina contenida en el medio, existiendo un punto en el que la disponibilidad de micotoxina para la célula va disminuyendo debido al propio consumo por parte de ésta, provocando una parcial recuperación de la resistencia. Este hecho fue confirmado por Bouhet et al 2003 quienes mencionan un efecto de reversibilidad aparente, en un ensayo con células IPEC-I a las cuales se les aplicó FB1 durante 26 días y después éstas mismas células fueron cultivadas por un periodo de 16 días sin FB1, las cuales presentaron valores de TEER mayores a los obtenidos con la FB1, pero menores a los del grupo control, observándose la aparente reversibilidad.


Con respecto a las células tratadas con AFG2, éstas no presentaron una disminución tan distante con respecto a la TEER del grupo control, siendo la mayor disminución del 1.05% al final del experimento con la concentración de 0.1 ppm.


Por lo tanto, se puede decir que la FB1 altera la proliferación y por lo tanto la función de barrera de las células tratadas principalmente a concentraciones de 5 y 10 ppm, mientras que la AFG2 no presenta un efecto importante sobre la TEER y citoesqueleto por lo que la función de barrera de las células tratadas con esta micotoxina no se vio modificada. La evaluación del daño a citoesqueleto, específicamente de los filamentos de actina que dan soporte y estructura a la célula, permitió observar un monocapa celular fragmentada, lo cual sugiere daños a la integridad de la membrana celular cuya función de barrera se vio disminuida debido a un aumento de la permeabilidad en la monocapa, indicado por la disminución del TEER en células RK13 y por tanto un flujo anormal de iones transcelulares, desequilibrio de rutas metabólicas y muerte celular (Suzuki,1995 y Pinton, 2009).


Asociado a la alteración del citoesqueleto y disminución de la TEER se encuentra la disminución de la viabilidad celular como indicador del efecto necrótico de la FB1 sobre las células RK13 (Rumora,2002), que puede observarse en la morfología con la aparición de detritos celulares, indicadores de muerte celular, es decir la micotoxina FB1 ocasionó la alteración de la estructura del citoesqueleto (filamentos de actina), lo que llevo a un aumento de la permeabilidad, disminución de la viabilidad, afectación de la integridad y morfología celular, que culminó en la muerte de las células de riñón de conejo RK13.


Estos resultados de cómo las fumonisinas afectan la permeabilidad y la integridad intestinal pueden ser extrapolados a los animales domésticos sobre todo si las lesiones morfológicas macroscópicas no son evidentes, como las causadas por las aflatoxinas, que facilitan la identificación del daño y orientan el diagnóstico; ya que las fumonisinas en concentraciones encontradas actualmente en el campo (2-10 ppm) no referencian un daño aparente, sin embargo al realizar pruebas complementarias como la TEER o técnicas como la fluorescencia directa, nos permite identificar con claridad las lesiones reales como pudieran ser monocapas fracturadas indicativos de epitelios intestinales dañados en su integridad de barrera o bien intestinos perforados, encontrándose la causa de problemáticas como una disminución en la ingesta de alimentos,  mala o nula absorción de nutrientes, baja ganancia de peso, pérdida de defensas e incluso la muerte, pues es el epitelio intestinal la primer barrera de defensa ante agentes infecciosos. De igual forma, este estudio aporta datos relevantes sobre el lapso de tiempo al que un epitelio puede estar expuesto de forma crónica a FB1, ya que posterior a los 10 días de consumo de alimento contaminado con 5 y 10 ppm, el epitelio intestinal pudiera estar lesionado de manera importante, viéndose disminuida su funcionalidad de barrera frente a impactos antigénicos e incluso encontrarse perforado, por lo que pudiera considerarse ese lapso de tiempo una ventana para el tratamiento efectivo contra ésta micotoxina.


Para finalizar se recomienda evaluar el efecto de estas y otras micotoxinas sobre la integridad intestinal en pollos, primero con un modelo in vitro utilizando cultivo primario de células intestinales de pollos de engorda y posteriormente un estudio in vivo con las concentraciones actualmente encontradas en campo.


Referencias
 

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COMENTARIOS

José Alberto Lázaro | Puebla, México
27 de Ago, 2021 12:42:49 pm

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Un articulo muy interesante, ¡muchas felicidades!

Vanessa Salinas | México, México
03 de Nov, 2021 09:29:26 pm

RESPONDER

José Alberto Lázaro, ¡gracias!

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